Recogida de muestras

Índice

1. Resumen para repasar3
2. Puntos clave6
3. 1. Principios generales: identificación, etiquetado, conservación y transporte7
4. 2. Sangre venosa: técnica, tubos y orden de llenado8
5. 3. Sangre capilar y control del INR12
6. 4. Hemocultivos14
7. 5. Gasometría arterial: prueba de Allen, compresión y complicaciones19
8. 6. Orina: urocultivo, paciente sondado, orina de 24 horas y niños22
9. 7. Heridas y úlceras26
10. 8. Muestras forenses (alcohol en sangre) y líquido cefalorraquídeo29
11. Todas las preguntas del tema (15)31
12. Preguntas que también podrían ser de este tema (5)36
13. Solucionario38
14. Fuentes39

Resumen para repasar

1. Principios generales: identificación, etiquetado, conservación y transporte

La OMS resume en tres los problemas que nacen de una mala toma de muestras: hemólisis, contaminación y etiquetado inexacto ^F1. Entre las causas de hemólisis cita llenar poco un tubo, de modo que la proporción de anticoagulante y sangre supere 1:9, agitar el tubo con demasiada fuerza y no dejar secar el alcohol o el desinfectante ^F1.

Identificación. Antes de extraer, la enfermera se presenta y pide al paciente que diga su nombre completo; después comprueba que el volante del laboratorio corresponde a ese paciente ^F1. La etiqueta lleva, como mínimo, lo que pida el laboratorio: habitualmente nombre y apellidos, número de historia, fecha de nacimiento y fecha y hora de la extracción; se revisan etiquetas y volantes antes de enviar las muestras ^F1.

Transporte. La OMS pide empaquetar las muestras en una bolsa de plástico estanca con un compartimento exterior para el volante, para no contaminarlo, y llevar los tubos en una gradilla o soporte acolchado para que no se rompan ^F1. Los tubos con aditivo se invierten suavemente el número de veces que indique el laboratorio: una mezcla insuficiente con el aditivo falsea los resultados ^F1.

Temperatura hasta el laboratorio (SEIMC). El procedimiento general de la SEIMC indica que se conservan a temperatura ambiente las muestras de hemocultivos, LCR, exudados y líquidos biológicos ^F26. La orina, en cambio, se refrigera entre 2 y 8 °C si no puede procesarse enseguida ^F13. Cada muestra tiene su regla, y en los apartados siguientes se detallan.

2. Sangre venosa: técnica, tubos y orden de llenado

Venopunción (OMS 2010). El torniquete se coloca 4-5 traveses de dedo por encima del punto de punción ^F1. Fuera de los hemocultivos, la piel se limpia con alcohol al 70 % durante 30 segundos y se deja secar por completo (30 segundos); se prefiere el alcohol a la povidona yodada, porque la sangre contaminada con povidona puede elevar falsamente el potasio, el fósforo o el ácido úrico ^F1. No se vuelve a tocar la zona desinfectada; si se toca, se repite la desinfección ^F1.

• Ángulo: se entra en la vena con decisión a 30 grados o menos ^F1.
• Fijación: se sujeta el brazo y se tensa la vena con el pulgar por debajo del punto de punción ^F1.
• Torniquete: se retira antes de sacar la aguja; algunas guías lo retiran en cuanto fluye la sangre y siempre antes de que lleve 2 minutos colocado ^F1.
• Inversión: los tubos con aditivo se invierten el número de veces que fije el laboratorio ^F1.

Tubos y colores. El código de colores de los tubos de sangre venosa lo regula la norma ISO 6710 ^F3. Su versión vigente es la ISO 6710:2017 (segunda edición, confirmada en 2023) ^F28, que en España se aplica como UNE-EN ISO 6710:2018 ^F2. Un pliego técnico del Ministerio de Defensa (Hospital Central de la Defensa) pide que la etiqueta lleve el código de esa norma y que el color siga sus criterios, salvo algunos tubos que, para diferenciar su uso, se piden en otro color ^F2. Su tabla de tubos, que mezcla colores de la norma y usos del propio hospital, es esta ^F2:

La guía del laboratorio de hematología del Hospital Universitario San Cecilio (SAS) coincide: el tubo de EDTA K3 lleva tapón malva y el de citrato, tapón celeste. El citrato se usa como citrato trisódico en solución acuosa, en proporción 1:9 (una parte de citrato por nueve) ^F3. Por eso el tubo de coagulación debe llenarse hasta la marca: la OMS lo anota en su tabla («requires full draw») ^F1.

EIR 2026 · 9P1 · respuesta en el solucionario

Según establece la Norma ISO 6710:2018, el tubo de la Imagen 9 contiene: Citrato trisódico

Según establece la Norma ISO 6710:2018, el tubo de la Imagen 9 contiene:

1. Ácido etilendiaminotetraacético EDTA K3E.
2. Citrato trisódico.
3. Heparina de litio.
4. Heparina de sodio.

Orden de llenado. Los tubos se llenan en un orden fijo para que los aditivos no pasen de un tubo a otro ^F1. La OMS reproduce el orden simplificado del consenso estadounidense NCCLS de 2003 y advierte que los colores pueden variar, por lo que hay que confirmarlos con el laboratorio local ^F1. Su tabla 2.3, completa ^F1:

Si la única prueba es una coagulación rutinaria, basta un tubo azul claro; si se teme contaminarla con líquido tisular o tromboplastina, puede extraerse antes un tubo sin aditivo ^F1. La guía española de hemocultivos sugiere lo mismo: siempre se extrae primero la muestra de hemocultivos ^F6.

3. Sangre capilar y control del INR

Dónde se pincha (OMS). En el adulto, el dedo es la zona preferida; los laterales del talón se usan solo en pediatría y neonatos ^F1. La OMS elige según edad y peso ^F1:

• Profundidad: no más de 2,4 mm en el dedo del adulto y en el talón; en el dedo de un niño de 6 meses a 8 años, 1,5 mm; la parte posterior del talón se evita por el riesgo de tocar hueso ^F1.
• Primera gota: se limpia, porque puede ir contaminada con líquido tisular o restos de piel ^F1.
• No exprimir con fuerza: diluye la muestra con líquido tisular y favorece la hemólisis ^F1.
• Orden capilar: primero hematología, luego bioquímica y banco de sangre, para que no se agreguen las plaquetas; es el inverso del de la venopunción ^F1.
• En pediatría y neonatos no se usa povidona yodada para la punción capilar: se usa alcohol ^F1.

Control del INR con coagulómetro portátil (anticoagulantes antivitamina K). El procedimiento del Instituto Nacional de Gestión Sanitaria (INGESA, 2019) indica que la zona de punción debe ser el extremo más distal y lateral de un dedo de la mano, evitando las yemas, preferentemente en el 3.º o 4.º dedo ^F4. El paciente se lava las manos con agua tibia y jabón y se las seca; el agua tibia mejora el riego si tiene las manos frías ^F4. No se usa alcohol, porque puede alterar el INR; si se usa, hay que dejarlo secar bien ^F4. La gota se recoge antes de 15 segundos desde la punción: si no, ya ha empezado la coagulación y el resultado sale falseado ^F4.

La guía del laboratorio de hematología del Hospital San Cecilio da la misma zona para el control del tratamiento anticoagulante: el lateral de los dedos de la mano ^F3. Sobre la primera gota en el coagulómetro portátil, el banco de preguntas Preevid (Servicio Murciano de Salud, 2016) no halló estudios con el aparato consultado; un estudio con otro coagulómetro portátil no encontró diferencias entre desecharla o no, y dos guías de autocontrol no piden desecharla ^F5.

4. Hemocultivos

La referencia enfermera española es la Guía de Práctica Clínica Enfermera sobre Hemocultivos del Instituto Español de Investigación Enfermera (Consejo General de Enfermería). La primera edición es de 2020 y la actualización vigente, de 2025 ^F6,F7. El documento técnico de la SEIMC es el procedimiento n.º 62 (2017) ^F8.

Cuándo. Los hemocultivos se extraen antes de iniciar el antibiótico, ante sospecha de sepsis y otras infecciones de origen desconocido ^F6. La guía de 2025 lo dice como recomendación fuerte: no es preciso que el paciente presente pico febril coincidiendo con la extracción (en 2020 era una sugerencia) ^F6,F7. La SEIMC da el porqué: el momento de más bacterias en sangre es el que precede a la fiebre, y aconseja extraer coincidiendo con los escalofríos ^F8. Si ya se ha dado antibiótico, en pediatría se extrae justo antes de la siguiente dosis ^F6; la SEIMC lo aplica a todos, cuando el antibiótico está en su concentración valle ^F8.

Cuántos y cuánto. Como mínimo dos sets, cada uno con un frasco aerobio y otro anaerobio; en pediatría, un solo frasco pediátrico ^F6. En el adulto, 10-15 ml por frasco; en el niño, 1-2 ml, ajustados al peso y la edad ^F6. Cada pareja se extrae de puntos anatómicos distintos y, si el paciente está grave, pueden extraerse con muy poco intervalo o incluso a la vez ^F6.

Guantes, mascarilla y antisepsia. La guía de 2025 recomienda guantes estériles en la extracción, porque reducen la contaminación, y no volver a palpar la zona tras la antisepsia; si hay que hacerlo, antes se pone un guante estéril nuevo ^F6. Sugiere no usar mascarilla quirúrgica de forma rutinaria (recomendación débil) ^F6. Para la piel, en los mayores de 2 meses: clorhexidina al 2 % alcohólica (isopropanol al 70 %), aplicada por fricción en un área de 2-3 x 2-3 cm ^F6. En monodosis, se frota durante 30 segundos y se deja secar ^F6,F7.

En el neonato. La guía española recomienda en los menores de 2 meses clorhexidina al 2 % acuosa, sin alcohol, dejándola secar 3-5 minutos ^F6,F7. La SEIMC explica el motivo: por debajo de esa edad la piel no está queratinizada, y se prefiere la solución acuosa a la alcohólica ^F8. Las soluciones alcohólicas están contraindicadas en los menores de 2 meses ^F6.

Extracción por catéter. Los hemocultivos se toman por venopunción en ese momento, en dos lugares separados, mejor que de un catéter central; puede aprovecharse un catéter central ya puesto (si tiene varias luces, una no usada) siempre que se extraiga otra serie por venopunción periférica en otro punto ^F6. La guía recomienda no desechar la sangre extraída del catéter venoso central antes de inocularla en el frasco (recomendación fuerte) y sugiere lo mismo con una vía periférica recién insertada ^F6. Sugiere no usar catéteres periféricos ya insertados, salvo en el momento de la inserción ^F6.

• Aguja: no se cambia entre la venopunción y la inoculación; el cambio reduce un poco la contaminación, pero aumenta el riesgo de pinchazo. Se recomienda extraer con sistemas de vacío ^F6.
• Tapón del frasco: se retira la tapa de plástico y se desinfecta con alcohol al 70 % o clorhexidina alcohólica de al menos el 1 %, dejando secar ^F6.
• Orden de inoculación (guía IE 2025): con sistema de vacío, primero el aerobio, para no pasar el aire del dispositivo al anaerobio; con aguja y jeringa, primero el anaerobio; si hay poca sangre, primero el aerobio ^F6. La SEIMC 2017 dice «siempre» primero el anaerobio ^F8.
• Tras inocular: agitar o mezclar suavemente, invirtiendo los frascos ^F6. No se pone algodón ni otro material no estéril sobre la aguja al sacarla ^F6.

La mascarilla, según la SEIMC. El procedimiento de la SEIMC de 2017 va en otra dirección que la guía enfermera: califica de imprescindibles los guantes, preferentemente estériles, y considera útil la mascarilla desechable durante la extracción; su procedimiento normalizado empieza por «utilizar mascarilla y guantes» ^F8.

Transporte. Los hemocultivos se envían enseguida al laboratorio a temperatura ambiente; nunca en nevera, que retrasa el crecimiento y puede afectar a la viabilidad de los microorganismos, ni en estufa ^F8. Las guías del CLSI, recogidas por la SEIMC, piden introducir los frascos en el incubador en menos de 2 horas desde la extracción ^F8. El límite superior viene del procedimiento de la SEIMC de 2003, hoy sustituido por el de 2017: el tiempo máximo a temperatura ambiente antes de entrar en el sistema automático no está definido con exactitud, pero nunca debe superar las 18 horas; si se habían incubado a 35-37 °C, deben entrar antes de 12 horas ^F9. La guía enfermera de 2020 lo resumía así: mejor antes de 2 horas y sin superar las 18 horas ^F7.

Bacteriemia relacionada con catéter: tiempo diferencial de positividad (TDP). Sirve para diagnosticar la infección sin retirar el catéter ^F11,F8. Se extraen a la vez hemocultivos de sangre periférica y de cada luz del catéter; si el foco es el catéter, el inóculo es mayor y crece antes ^F8. La IDSA (2009) define la bacteriemia relacionada con catéter cuando el hemocultivo del catéter crece al menos 2 horas antes que el periférico ^F11. La guía SEIMC-SEMICYUC (2018) habla de ≥ 120 minutos, con el mismo microorganismo, y lo califica de «muy sugestivo»; da una sensibilidad del 72-96 % y una especificidad del 90-95 %, menor en catéteres de larga duración ^F10.

• Mismo volumen: la SEIMC exige inocular en cada frasco estrictamente la misma cantidad de sangre, hacer todas las tomas a la vez e incubar inmediatamente ^F8. La guía enfermera: para que el TDP sea válido, los volúmenes de ambas extracciones deben ser iguales ^F6.
• Todas las luces: en catéteres de varias luces, la SEIMC-SEMICYUC recomienda muestras de todas las luces (A-II), porque omitir alguna deja sin detectar muchos episodios ^F10. La IDSA, cuando no se puede obtener muestra periférica, pide al menos dos muestras por luces distintas y deja sin aclarar si deben ser todas ^F11.
• Rotular cada frasco con su origen (periférico, catéter) e incubarlos a la vez en el sistema automático ^F10,F11.
• Las muestras del catéter se extraen retirando el bioconector, que estará colonizado ^F6.

5. Gasometría arterial: prueba de Allen, compresión y complicaciones

La referencia española es el Manual SEPAR de Procedimientos n.º 36, «Gasometría arterial» ^F12. La arteria de elección es la radial a nivel del túnel carpiano; después, la humeral en la fosa antecubital, y en último lugar la femoral en la ingle ^F12. Se punciona a 45° respecto a la muñeca en la radial y a 90° en humeral o femoral, con la muñeca en hiperextensión ^F12. La muestra se analiza enseguida o se pone en hielo; entre la extracción y la lectura no deben pasar más de 15 minutos ^F12.

Prueba de Allen. Antes de puncionar la radial, SEPAR recomienda verificar la viabilidad de la circulación colateral ^F12. Se comprimen a la vez las arterias radial y cubital hasta que aparece palidez en los dedos; se libera la cubital y, si los dedos recuperan el color, hay permeabilidad de la arteria y de los arcos palmares; la operación se repite liberando la radial y comprimiendo la cubital ^F12. En la versión de la OMS (prueba de Allen modificada), la mano debe colorearse en 5-15 segundos al liberar la cubital; si no, la circulación cubital es inadecuada y no se debe puncionar la radial de esa mano ^F1. Es decir: la prueba comprueba si la arteria cubital basta para irrigar la mano si se ocluye la radial, que es la circulación colateral de la mano ^F1,F12.

Contraindicaciones (SEPAR): prueba de Allen positiva; enfermedad vascular periférica o infección de la extremidad elegida (se busca otra); la coagulopatía o las dosis altas de anticoagulantes son contraindicación relativa ^F12.

Compresión tras la punción. El capítulo de cuidados de enfermería del Manual SEPAR 36 indica compresión firme sobre el punto de punción durante cinco minutos en arteria radial, diez minutos en femoral y humeral y quince minutos si hay anticoagulación con heparina sódica o dicumarínicos, o alteración hematológica de la coagulación ^F12. Después se deja una gasa estéril fijada con esparadrapo, sin rodear toda la extremidad para no hacer efecto torniquete ^F12.

Complicaciones (SEPAR): hematoma o sangrado por compresión insuficiente; reacción vasovagal (ante el mareo, tumbarse y elevar las piernas); isquemia distal por espasmo arterial (muy raro) o por trombosis tras un traumatismo arterial excesivo; hiperventilación; neuropatía por compresión; y reacción alérgica al anestésico local ^F12.

La neuropatía por compresión es el daño de un nervio periférico por compresión; en la gasometría, la causa es un hematoma ^F12. Sus síntomas van desde el entumecimiento u hormigueo hasta sensaciones punzantes (parestesia) o debilidad muscular. Algunas zonas se vuelven anormalmente sensibles y duele un estímulo que normalmente no causa dolor (alodinia) ^F12. El primer paso del tratamiento es tratar la causa: la compresión por el hematoma ^F12.

La rigidez muscular no figura entre los síntomas de la neuropatía por compresión. SEPAR la incluye en otra complicación: entre los signos de la obstrucción arterial aguda (isquemia), junto al dolor, la palidez, la frialdad, la parestesia o anestesia, la parálisis, la cianosis, las flictenas y la gangrena ^F12.

6. Orina: urocultivo, paciente sondado, orina de 24 horas y niños

Urocultivo por micción media. Para la SEIMC (procedimiento 14b, 2019), la orina de micción media (micción espontánea) es la muestra más frecuentemente obtenida para el diagnóstico microbiológico ^F13. La primera parte de la micción, la más contaminada, se desecha, y se recoge la micción media en un contenedor estéril de boca ancha ^F13. La primera orina de la mañana tiene más bacterias y es el momento óptimo, aunque no es imprescindible ^F13.

• Mujer: lo fundamental es que la orina no toque los genitales externos, manteniendo separados los labios mayores durante la micción. El lavado exhaustivo previo se ha recomendado tradicionalmente, pero su necesidad se discute; algunas guías lo siguen recomendando ^F13.
• Varón: suele bastar con retraer el prepucio ^F13.
• Sondaje para tomar la muestra: solo cuando no es posible la micción media (inmovilizados, obesos, alteraciones neurológicas, niños sin control de esfínteres) ^F13.
• Transporte: lo antes posible; tras 2 horas a temperatura ambiente las bacterias se multiplican y el resultado puede ser erróneo. Si se retrasa, nevera a 2-8 °C, que conserva la muestra unas 24 horas ^F13.

Salvo la punción suprapúbica, ninguna técnica de recogida excluye del todo la contaminación con bacterias de la uretra distal ^F13.

Paciente con sonda permanente. La SEIMC es clara: por norma general, en el paciente con sonda permanente y sospecha de infección urinaria, la orina se recoge tras el cambio de sonda ^F13. Las sondas colocadas 2 semanas o más están contaminadas con bacterias de la biopelícula, que dan más bacterias y recuentos más altos que la orina de la sonda nueva ^F13. La IDSA (2009, publicada en 2010) lo dice igual: si la sonda lleva más de 2 semanas y sigue indicada, se reemplaza, y el cultivo se obtiene de la sonda recién colocada antes de empezar el antibiótico (A-II) ^F14. En el sondaje de larga duración, ese es el método preferido ^F14.

Si el recambio no puede hacerse de inmediato, la SEIMC indica pinzar la sonda para obtener orina recién emitida y desinfectar con alcohol o clorhexidina la superficie de la sonda que se va a puncionar. Después se punciona con aguja y jeringa estériles y se aspiran 5-10 ml, que se pasan a un contenedor estéril ^F13. Si la sonda tiene dispositivo para muestras, se pinza, se abre el dispositivo para eliminar la orina acumulada y, a los 40-60 minutos, se despinza y se obtiene la muestra ^F13. Los CDC piden aspirar del puerto de muestreo sin aguja con jeringa o adaptador estéril, tras limpiarlo con desinfectante; de la bolsa solo se toman grandes volúmenes para análisis especiales, nunca para cultivo ^F15.

• Nunca se toma orina de la bolsa colectora ^F13,F14.
• No se desconecta la sonda de la bolsa para recoger la muestra: abrir el sistema aumenta el riesgo de infección ^F13.
• La punta de la sonda no es una muestra válida y no se procesa ^F13.

Orina de 24 horas (por ejemplo, para el aclaramiento de creatinina, que además necesita una muestra de sangre) ^F16. MedlinePlus lo explica así: el día 1, al levantarse, se orina en el inodoro (esa orina no se recoge); después se recoge toda la orina de las 24 horas siguientes en un recipiente especial; el día 2, al levantarse, se orina en el recipiente (esa sí se incluye) ^F16. El recipiente se tapa y se guarda en la nevera o en un lugar frío durante la recogida, y se rotula con el nombre, la fecha y la hora de terminación ^F16.

Niños (GPC del SNS sobre infección urinaria pediátrica, 2011; la propia guía avisa de que está pendiente de actualización). Los dos métodos más usados son la orina a chorro en los niños que controlan la micción y la bolsa adhesiva perineal en los que no ^F17. Cada técnica tiene su valor ^F17:

La SEIMC coincide: la bolsa se coloca tras lavar la zona perineal y genital, se cambia si no hay micción en una hora, y un cultivo positivo de bolsa (valor predictivo positivo de solo el 15 %) debe confirmarse por sondaje o punción suprapúbica ^F13.

7. Heridas y úlceras

Cuándo se cultiva. El documento técnico del GNEAUPP (n.º IV, 2018) recomienda tomar la muestra antes de empezar el antibiótico empírico y solo de las lesiones con signos clásicos de infección, porque todas las lesiones abiertas están colonizadas ^F18. Hay tres métodos: hisopo (torunda), punción-aspiración y biopsia ^F18.

Técnica de la punción-aspiración (GNEAUPP). Se punciona a través de la piel íntegra periulceral, eligiendo el lado de la lesión con más tejido de granulación y sin necrosis ni esfacelos ^F18. Se limpia la zona con alcohol de 70º y después se aplica un antiséptico (povidona yodada al 10 %, esperar 3 minutos; clorhexidina al 2 %, 30 segundos) ^F18. Se aspira con una inclinación de unos 45°, con un volumen óptimo de 1-5 ml; en procesos no supurativos se completa con 0,5-1 ml de suero fisiológico ^F18. La muestra se inocula en un vial de transporte para anaerobios, protegido de la luz, entre 2 y 25 °C y sin nevera ^F18.

Lo que prefiere el consenso internacional. El documento de consenso del International Wound Infection Institute (IWII, actualización de 2022, traducido por el GNEAUPP) enumera cuatro tipos de muestra: biopsia de tejido o legrado, aspiración de líquido de la herida (es decir, extracción de pus), desbridamiento de tejido viable de la base y hisopado ^F29. Para el IWII, la biopsia de tejido es el método preferido, pero es cara, daña más el tejido y requiere un experto, por lo que no se hace en la mayoría de entornos ^F29. Cuando no es posible, recomienda el hisopado con técnica de Levine, tras limpiar la herida con un producto inerte ^F29. La aspiración con jeringa la menciona solo si hay pus ^F29.

Técnica con hisopo (GNEAUPP). Se retira el apósito y, si hace falta, se desbrida. Se aclara meticulosamente la herida con suero fisiológico estéril antes de tomar la muestra ^F18. Se rechaza el pus para el cultivo, no se frota con fuerza para no hacer sangrar y se usan dos hisopos con medio de transporte ^F18. La técnica de Levine consiste en rotar el hisopo sobre un área de 1 cm² con presión suficiente para extraer líquido del interior del tejido ^F18. La herida debe estar previamente limpia y desbridada (evidencia alta) ^F18. El material incluye guantes, preferiblemente estériles ^F18.

La SEIMC coincide. En heridas abiertas se elimina el material necrótico y el tejido desvitalizado y se lava a chorro con suero salino estéril; se toma tejido viable infectado, no restos superficiales ^F27. Su procedimiento de piel y tejidos blandos pide además eliminar antes los antimicrobianos tópicos ^F19. En la técnica de Levine de la SEIMC (2022), el hisopo se gira con presión sobre 1 cm² de la zona con signos de infección, excluyendo los bordes y la piel perilesional, y se rechaza el pus, el material necrótico y el tejido desvitalizado ^F27. Si la herida está muy seca, se humedece la torunda con suero ^F27. Las muestras se entregan en menos de 2 horas; si no se procesan en ese plazo, la SEIMC aconseja refrigerarlas (2-8 °C) ^F27.

8. Muestras forenses (alcohol en sangre) y líquido cefalorraquídeo

Alcohol en sangre para el Instituto Nacional de Toxicología y Ciencias Forenses (INTCF). Las normas están en la Orden JUS/1291/2010, de 13 de mayo, vigente ^F20. En sujetos vivos, para el análisis toxicológico se extrae sangre venosa periférica en dos tubos de 5 ml, al menos uno con fluoruro sódico como conservante y oxalato potásico como anticoagulante, llenando los tubos al máximo para evitar, en lo posible, la cámara de aire ^F20.

• Desinfección: para el alcohol etílico en vivos, la extracción se hace con jeringa desechable y sin alcohol ni desinfectantes con fracciones volátiles en la piel ^F20.
• Conservante: a la sangre se añade, preferentemente, fluoruro sódico (salvo que haya que medir flúor o sodio) ^F20.
• Tubos prohibidos: los de gel activador de la coagulación, porque pueden contener tolueno; las muestras toxicológicas no se conservan en formol ^F20.
• Frascos sin restos de agua, para evitar la hemólisis ^F20.
• Envío refrigerado, con cada muestra empaquetada por separado ^F20.
• Etiqueta: contenido, nombre, juzgado, número del procedimiento y fecha, u otro sistema de identificación inequívoco ^F20.

Líquido cefalorraquídeo (LCR). La SEIMC (procedimiento 36a, 2026) recomienda recoger al menos 3 ml en tubos estériles: uno para el análisis citoquímico, otro para microbiología (cultivo y Gram) y otro para pruebas moleculares; además, hemocultivos antes del antibiótico ^F24. El LCR se lleva inmediatamente al laboratorio, sin refrigerar; si hay retraso, a temperatura ambiente o en estufa a 35 °C, pero nunca en nevera antes del cultivo, porque el frío reduce la viabilidad del meningococo o de Haemophilus ^F24. La Sociedad Española de Urgencias de Pediatría pide un mínimo de 3 tubos numerados por orden de recogida y no destinar el primero al cultivo bacteriano, por el riesgo de contaminación ^F25.

Posición después de la punción lumbar. El protocolo de enfermería del Complejo Hospitalario Universitario de Albacete indicaba que el paciente permaneciera en decúbito prono durante al menos dos horas, sobre un plano horizontal estricto, y luego 8-10 horas en decúbito supino ^F22. Ese protocolo preveía su revisión en 2009 ^F22. El manual de procedimientos del Hospital Virgen del Rocío (SAS) indica decúbito supino al menos 2 horas para evitar la cefalea ^F23.

La revisión Cochrane (2016) sobre postura y líquidos para prevenir la cefalea pospunción dural no encontró que el reposo en cama rutinario sea beneficioso ^F21. Al comparar supino y prono no hubo diferencias en la incidencia de cefalea pospunción, aunque esa comparación se apoya en un solo ensayo (119 participantes) ^F21. Recoge que se ha creído que posturas como el decúbito prono, con o sin la cabeza más baja, ayudarían a prevenirla ^F21. La SEUP concluye que no hay razones para imponer reposo en cama tras una punción lumbar ^F25.

Todas las preguntas del tema (15)

De la más reciente a la más antigua. Las respuestas, en el solucionario.

EIR 2026 · 9P1 · respuesta en el solucionario

Según establece la Norma ISO 6710:2018, el tubo de la Imagen 9 contiene:

1. Ácido etilendiaminotetraacético EDTA K3E.
2. Citrato trisódico.
3. Heparina de litio.
4. Heparina de sodio.

EIR 2025 · 204P2 · respuesta en el solucionario

Indique la respuesta correcta en relación a la extracción, preparación y envío de muestras objeto de análisis por el Instituto Nacional de Toxicología y Ciencias Forenses para la detección de alcohol en sangre:

1. Para desinfectar la piel se utilizarán antisépticos volátiles.
2. Se extraerán 2 tubos de 5 ml en el que al menos uno lleve fluoruro sódico como conservante y oxalato potásico como anticoagulante, llenando todo lo posible el tubo para evitar la cámara de aire.
3. La conservación de la muestra se realizará en estufa.
4. El paciente ha de permanecer una hora en ayunas previamente.

EIR 2025 · 155P3 · respuesta en el solucionario

Teniendo en cuenta las directrices de la OMS sobre extracción de sangre mediante venopunción, indique cuál de los siguientes representa el orden correcto de llenado de muestras:

1. Hemocultivos, coagulación, bioquímica, hemograma.
2. Hemograma, bioquímica, coagulación, serología, hemocultivos.
3. Coagulación, hemograma, bioquímica, tubo sin aditivos.
4. Hemograma, coagulación, bioquímica, serología.

EIR 2024 · 179P4 · respuesta en el solucionario

Según la Guía de Práctica Clínica Enfermera sobre Hemocultivos del Instituto Español de Investigación Enfermera, ¿Cuál es el mejor método de aplicación del antiséptico para desinfección de la piel previo a la extracción de hemocultivos?:

1. Uso de clorhexidina 2% alcohólica, frotando durante 30 segundos la zona indicada y dejando secar al menos 3-5 minutos.
2. Uso de clorhexidina 2% alcohólica, frotando durante 30 segundos la zona indicada y dejando secar al menos 2 minutos.
3. Uso de clorhexidina 2% alcohólica, frotando durante 15 segundos la zona indicada y dejando secar al menos 3-5 minutos.
4. Uso de clorhexidina 2% alcohólica por fricción en un área de 2-3 x 2-3 cm durante 15 segundos la zona indicada y dejando secar al menos 3-5 minutos.

EIR 2024 · 118P5 · respuesta en el solucionario

En relación a la extracción de hemocultivos, es cierto que:

1. Se recomienda el uso de mascarilla durante la extracción.
2. Se recomienda el uso de clorhexidina acuosa 2%, frotando 10 segundos y dejando secar.
3. Se recomienda no desechar la sangre extraída de un catéter venoso central previo a la inoculación en el frasco de hemocultivo.
4. Se recomienda sacar los hemocultivos coincidiendo con el pico febril del paciente.

EIR 2023 · 101P6 · respuesta en el solucionario

Se va a realizar la extracción de una muestra para hemocultivos a un niño de 48 horas de vida. ¿Qué antiséptico es el recomendado para la desinfección de la piel?

1. Clorhexidina alcohólica al 0.5%, dejando secar 2 minutos.
2. Clorhexidina acuosa al 1%, dejando secar 2 minutos.
3. 3. Clorhexidina alcohólica al 0,12%, dejando secar 3-5 minutos.
4. 4. Clorhexidina acuosa al 2%, dejando secar 3-5 minutos.

EIR 2022 · 145P7 · respuesta en el solucionario

El tiempo que pueden permanecer a temperatura ambiente los frascos de hemocultivos antes de ser introducidos en el sistema de incubación no debe superar en ningún caso:

1. 2 horas.
2. 6 horas.
3. 12 horas.
4. 18 horas.

EIR 2021 · 130P8 · respuesta en el solucionario

¿Cuál de las siguientes afirmaciones es correcta, con relación a la diferencia en tiempo de crecimiento entre hemocultivos simultáneamente tomados por el catéter y de una vena periférica (tiempo diferencial de positividad entre los hemocultivos)?:

1. No se considera un método diagnóstico preciso para el diagnóstico de Bacteriemia Relacionada con el Catéter (BRC).
2. Requiere que el volumen de sangre extraído en ambos hemocultivos sea igual.
3. El tiempo que establece diferencia de crecimiento significativa entre las muestras pareadas es de 60 minutos.
4. Permite no tener que extraer sangre de todas las luces del catéter, con tomar muestra de la luz distal del catéter es suficiente.

EIR 2021 · 87P9 · respuesta en el solucionario

En cuanto a la técnica del control del INR con sangre capilar en pacientes que toman anticoagulantes orales antagonistas de la vitamina K, ¿cuál es la zona de punción correcta?:

1. La zona de punción debe ser en el extremo más proximal y lateral de un dedo de la mano, evitando las yemas, preferentemente en el 3º o 4º dedo.
2. La zona de punción debe ser en el extremo más proximal y lateral de un dedo de la mano, evitando las yemas, preferentemente en el 2º o 3º dedo.
3. La zona de punción debe ser en el extremo más distal y lateral de un dedo de la mano, evitando las yemas, preferentemente en el 2º o 3º dedo.
4. La zona de punción debe ser en el extremo más distal y lateral de un dedo de la mano, evitando las yemas, preferentemente en el 3º o 4º dedo.

EIR 2020 · 82P10 · respuesta en el solucionario

A.T.C., de 72 años, es portador de sonda vesical permanente desde hace 8 años y acude a la consulta su enfermera en el Centro de Salud para recogida de muestra de orina. ¿Cuál sería la intervención correcta?:

1. La recogida de orina se realiza por punciónaspiración a través del dispositivo específico en la sonda, con aguja y jeringa estériles después de limpiar el punto de la toma.
2. Se pinzará el catéter, pasados 20 minutos se desconectará de la bolsa colectora sobre campo estéril y se despinzará, recogiendo la muestra directamente en un recipiente estéril.
3. El catéter debe ser reemplazado y la muestra de orina se obtendrá del catéter recién colocado.
4. Se pinzará el catéter y, sobre campo estéril, se conectará una bolsa colectora con válvula de vaciado. Pasados 20 minutos, se despinzará el catéter y se abrirá la válvula de vaciado recogiendo la muestra directamente en un recipiente estéril.

EIR 2017 · 235P11 · respuesta en el solucionario

¿Cuál es la postura recomendada en un paciente al que se le acaba de practicar una punción lumbar?:

1. Decúbito lateral izquierdo con piernas flexionadas.
2. Decúbito lateral derecho con piernas flexionadas.
3. Decúbito prono.
4. Posición de Fowler.

EIR 2013 · 69P12 · respuesta en el solucionario

Previo a la realización de una punción en la arteria radial para la obtención de una muestra sanguínea y posterior análisis gasométrico, es recomendable realizar el Test de Allen. ¿Qué objetivo específico cumple la realización del mismo?:

1. Comprobar el llenado de la arteria radial.
2. Valorar los reflejos motores.
3. Comprobar si hay un buen pulso en la arteria cubital.
4. Comprobar la correcta circulación colateral de la mano.
5. Valorar el tono muscular de los miembros superiores.

EIR 2012 · 30P13 · respuesta en el solucionario

El señor López debe recoger orina para aclaramiento de creatinina. ¿Cuál de las siguientes instrucciones es correcta?:

1. Lavar el meato urinario antes de cada micción.
2. Usar un recipiente estéril para recoger la orina.
3. La vejiga debe estar vacía al comenzar la recogida y al terminarla.
4. El comienzo de la recogida incluye la primera orina de la mañana.
5. La muestra de orina debe ser de la mitad de la micción.

EIR 2011 · 55P14 · respuesta en el solucionario

Debe realizar un cultivo de una herida. ¿Cuál de los siguientes apartados es correcto?:

1. Ponerse guantes limpios.
2. Limpiar la herida con solución salina antes de tomar la muestra.
3. Tomar la muestra de la zona con más acumulación de drenaje.
4. Aplicar pomada antibiótica de amplio espectro dos horas antes de la toma de muestra.
5. Recoger la muestra del lecho y bordes de la herida.

EIR 2011 · 50P15 · respuesta en el solucionario

La obtención de orina para cultivo en pacientes hospitalizados se obtiene normalmente a través de una muestra de:

1. Mitad de chorro.
2. Sondaje vesical a permanencia.
3. Recolector externo de orina.
4. Bolsa de diuresis.
5. Ninguna de las anteriores es correcta.

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